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크립토스포리디움은 염소내성이 매우 강해 일반적인 표준정수처리공정의 소독으로는 제거가 불가능하다. 따라서 본 연구에서는 오존 및 UV를 이용한 단위소독공정에서 DAPI/PI 및 in vitro excystation을 이용하여 크립토스포리디움 불활성화를 평가하였으며, 또한 오존을 이용한 고도산화처리 파일럿에서는 세포배양법을 이용하여 크립토스포리디움 불활성화를 평가하였다.
오존 소독연구는 50 mL 용량의 piston type batch reactor에서 용존오존을 자동적으로 측정해주는 flow injection analysis (FIA) 시스템을 이용하여 실험한 결과, 1 log 제거에 필요한 CT값은 25℃에서 DAPI/PI 및 in vitro excystation에 의해 각각 약 1.8, 2.2 ㎎/Lㆍmin으로 나타났으며, 2 log 제거에 필요한 CT값은 각각 약 3.2, 3.8 ㎎/L?min으로 나타났다. 또한 5℃에서 크립토스포리디움 1 log 제거에 필요한 CT값은 DAPI/PI 방법에 의해 약 9.1 ㎎/L?min으로 나타났으며, 2 log 제거에 필요한 CT값은 14.8 ㎎/L?min로 나타나, 같은 소독효과를 나타내기 위해서 저온에서는 상온에서보다 요존 요구량이 약 4～5배 정도 증가하여야 함을 확인하였다.
40 L 규모의 오존 반응조를 이용한 파일럿 실험에서는 정수처리공정상 모래여과를 거친 물에 살아있는 크립토스포리디움을 접종한 것을 시료로 하여 연속적으로 흐르게 한 다음, 오존량을 변화시키고 체류시간은 5분으로 고정하여 불활성화를 평가하였다. 실험결과, 8 ㎎/Lㆍmin의 CT값에서 DAPI/PI 및 excystation과 같은 생사판별법을 이용하였을 경우에는 약 0.2 log 정도의 불활성화를 나타내었으며, 세포감염시험법을 이용하였을 경우에는 약 1.2 log 정도의 불활성화를 나타냈다. 오존에 의한 크립토스포리디움의 소독능 평가에 단위공정 및 파일럿 실험 모두 2 가지 생사판별법(DAPI/PI와 excystation) 사이에는 큰 차이를 나타내지 않았으나, 생사판별법과 세포감염시험법 사이에는 현저한 차이를 나타내었는데, 이는 세포감염시험법으로 측정하는 sporozoite 및 merozoite로의 분화과정이 생사판별법이 근거한 세포벽의 구조와 기능 유지 보다 더 오존 소독에 더 민감함을 알수 있었다. 파일럿 실험에서의 CT값이 piston batch reactor에서의 CT값 보다 낮게 나타난 것은 파일럿 실험에서 수작업으로 인한 용존 오존 측정이 정밀하지 못하여 IOD가 농도에 반영되지 않았고, 반응조 규모(50 mL vs 40 L) 및 형태(회분식 vs 연속식)의 차이에 기인하는 것으로 여겨진다.
한편, UV를 이용한 단위공정에서는 크립토스포리디움 1, 2 log 제거에 필요한 IT값은 25℃에서 각각 DAPI/PI 방법에 의해 약 25, 50 ㎽s/㎠로 나타났으며, 5℃에서의 크립토스포리디움 1, 2 log 제거에 필요한 IT값은 약 40, 80 ㎽s/㎠로 나타났다. 온도 20℃ 감소 시 약 60% 정도의 IT값이 더 필요한데, 이것은 저온에서는 약한 자외선을 발산하는 저압저출력 UV 램프의 특성 때문인 것으로 사료되었다.
오존 소독연구는 50 mL 용량의 piston type batch reactor에서 용존오존을 자동적으로 측정해주는 flow injection analysis (FIA) 시스템을 이용하여 실험한 결과, 1 log 제거에 필요한 CT값은 25℃에서 DAPI/PI 및 in vitro excystation에 의해 각각 약 1.8, 2.2 ㎎/Lㆍmin으로 나타났으며, 2 log 제거에 필요한 CT값은 각각 약 3.2, 3.8 ㎎/L?min으로 나타났다. 또한 5℃에서 크립토스포리디움 1 log 제거에 필요한 CT값은 DAPI/PI 방법에 의해 약 9.1 ㎎/L?min으로 나타났으며, 2 log 제거에 필요한 CT값은 14.8 ㎎/L?min로 나타나, 같은 소독효과를 나타내기 위해서 저온에서는 상온에서보다 요존 요구량이 약 4～5배 정도 증가하여야 함을 확인하였다.
40 L 규모의 오존 반응조를 이용한 파일럿 실험에서는 정수처리공정상 모래여과를 거친 물에 살아있는 크립토스포리디움을 접종한 것을 시료로 하여 연속적으로 흐르게 한 다음, 오존량을 변화시키고 체류시간은 5분으로 고정하여 불활성화를 평가하였다. 실험결과, 8 ㎎/Lㆍmin의 CT값에서 DAPI/PI 및 excystation과 같은 생사판별법을 이용하였을 경우에는 약 0.2 log 정도의 불활성화를 나타내었으며, 세포감염시험법을 이용하였을 경우에는 약 1.2 log 정도의 불활성화를 나타냈다. 오존에 의한 크립토스포리디움의 소독능 평가에 단위공정 및 파일럿 실험 모두 2 가지 생사판별법(DAPI/PI와 excystation) 사이에는 큰 차이를 나타내지 않았으나, 생사판별법과 세포감염시험법 사이에는 현저한 차이를 나타내었는데, 이는 세포감염시험법으로 측정하는 sporozoite 및 merozoite로의 분화과정이 생사판별법이 근거한 세포벽의 구조와 기능 유지 보다 더 오존 소독에 더 민감함을 알수 있었다. 파일럿 실험에서의 CT값이 piston batch reactor에서의 CT값 보다 낮게 나타난 것은 파일럿 실험에서 수작업으로 인한 용존 오존 측정이 정밀하지 못하여 IOD가 농도에 반영되지 않았고, 반응조 규모(50 mL vs 40 L) 및 형태(회분식 vs 연속식)의 차이에 기인하는 것으로 여겨진다.
한편, UV를 이용한 단위공정에서는 크립토스포리디움 1, 2 log 제거에 필요한 IT값은 25℃에서 각각 DAPI/PI 방법에 의해 약 25, 50 ㎽s/㎠로 나타났으며, 5℃에서의 크립토스포리디움 1, 2 log 제거에 필요한 IT값은 약 40, 80 ㎽s/㎠로 나타났다. 온도 20℃ 감소 시 약 60% 정도의 IT값이 더 필요한데, 이것은 저온에서는 약한 자외선을 발산하는 저압저출력 UV 램프의 특성 때문인 것으로 사료되었다.
목차
영어 초록
Introduction
Materials and Methods
Results and Discussion
References
초록
참고문헌 (20)
참고문헌 신청
Bukhari, Z., M. M. Marshall, D. G. Korich, C. R. Fricker, H. V. Smith, J. Rosen and J. L. Clancy. 2000. Comparison of Cryptosporidium parvum viability and infectivity assays following ozone treatment of oocysts. Appl. Environ. Microbiol. 66, 2972-2980.
Campbell, A. T., L. J. Robertson and H. V. Smith. 1992. Viability of Cryptosporidium parvum outcasts: Correlation of in vitro excystation with inclusion or exclusion of fluorogenic vital dyes. Appl. Environ. Microbiol. 58, 3488-3493.
Clesceri, L. S., A. E. Greenberg and A. D. Eaton. 1998. Standard methods for the examination of water and wastewater. pp. 4-137-4-139, 20th eds., APHA, AWWA, WEF.
Korich, D. G., J. R. Mead, M. S. Madore, N. A. Sinclair and C. R. Sterling. 1990. Effects of ozone, chlorine dioxide, chlorine, and monochloramine on Cryptosporidium parvum oocyst viability. Appl. Environ. Microbiol. 56, 1423-1428.
Mackenzie, W., M. Neil, N. Hoxie, M. Proctor, M. Gradus, K. Blair, D. Peterson, J. Kazmierczak, D. Adiss, K. Fox, J. Rose and J. Davis. 1994. A massive outbreak in Milwaukee of Cryptosporidium infection transmitted through the public water supply. N. Engl
Campbell, A. T., L. J. Robertson and H. V. Smith. 1992. Viability of Cryptosporidium parvum outcasts: Correlation of in vitro excystation with inclusion or exclusion of fluorogenic vital dyes. Appl. Environ. Microbiol. 58, 3488-3493.
Clesceri, L. S., A. E. Greenberg and A. D. Eaton. 1998. Standard methods for the examination of water and wastewater. pp. 4-137-4-139, 20th eds., APHA, AWWA, WEF.
Korich, D. G., J. R. Mead, M. S. Madore, N. A. Sinclair and C. R. Sterling. 1990. Effects of ozone, chlorine dioxide, chlorine, and monochloramine on Cryptosporidium parvum oocyst viability. Appl. Environ. Microbiol. 56, 1423-1428.
Mackenzie, W., M. Neil, N. Hoxie, M. Proctor, M. Gradus, K. Blair, D. Peterson, J. Kazmierczak, D. Adiss, K. Fox, J. Rose and J. Davis. 1994. A massive outbreak in Milwaukee of Cryptosporidium infection transmitted through the public water supply. N. Engl
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